Chlorophyll Autofluoreszenz

  • Hallo,

    die Chlorophyll Autofluoreszenz kann man besonders gut an Moosen beobachten. Gut geeignet sind Lebermoose mit einzellschichtiger Lamina, so wie z. B. Lophocolea heterophylla. Zu finden an feuchten Stellen in fast jedem Wald.

    Fluoreszenzanregung mit Roayl Blue LED und FTIC Filtersatz, Kondensor in Dunkelfeldstellung.

    [Blockierte Grafik: http://www.dr-ralf-wagner.de/Bilder/Lophocolea_heterophylla-lamina-fluo.jpg]

  • Hallo Lothar,

    schön, dass das Bild dir gefällt.

    Ich habe noch vergessen zu sagen, dass es sich um einen Stack aus 19 Einzelaufnahmen handelt (ZereneStacker, Pmax). Das Moosblatt war leider nicht ganz eben zu bekommen, auch nicht mit ganz wenig Wasser unter dem Deckglas.

  • Hallo Ralf,

    danke für die Info. Ja Pmax macht ja auch fast keine sichtbar werdenden Artefakte bei solch dunklen Objekten. Ansonsten ziehe ich Dmap vor.

    Andere Frage: ich habe hier einen 30 Watt Diodenarray in blau. Ist die prozentuale flächenmäßige Verteilung des fluoriszierenden Chlorophyls groß genug, um im dunklen Wald das Rot zu erkennen, wenn man damit sozusagen als Taschenlampe leuchten würde? Moose gibt es ja auch in den meisten dörflichen Grünflächen. Aber da muß man aufpassen keine Massenflucht auszulösen. :D Die Ureinwohner hier reagieren panisch auf monochromes Licht.

    einen schönen Abend !

    Lothar

  • Hallo Lothar,

    ich glaube nicht, dass du ohne Anregungs- und Sperrfilter auskommen wirst. Die prozentuale flächenmäßige Verteilung des fluoreszierenden Chlorophylls kannst du dir leicht anhand meines Fotos selbst ausrechnen, es ist ja ein Maßstab eingezeichnet. Wie groß die Verteilung sein muss, weiß ich aber nicht. Berichte doch gelegentlich mal, ob es funktioniert hat.

  • Hallo Lothar,

    ganz so pessimistisch wie Ralf sehe ich die Sache nicht, hier mal ein schneller Blick in meine Moos-Zuchtbox.
    [Blockierte Grafik: http://i1116.photobucket.com/albums/k561/Googol1972/flu_zpsa226a5c4.jpg]

    Kamera 1000D ohne IR-Filter ;) und 460nm LED mit 10° Reflektor waren dabei ca. 50cm von dem Moos entfernt. Als Sperrfilter wurde ein OG515 in das Objektiv gelegt, ein normaler Orange-, oder Rotfilter aus dem Fotografikbereich, ja selbst die rote Folie einer 3D Brille sollte genauso funktionieren. Wenn du dir auch noch 2 dieser Filter auf die Brille befestigst, dies wäre auch besser für deine Augen, sehe ich kein Problem für dein Vorhaben, solange es nur dunkel genug, und du nicht den ganzen Wald auf einmal ausleuchten möchtest.

    Ralf

    Dein Bild gefällt mir sehr gut, aber vielleicht darf ich dir einen kleinen Tipp für das nächste Mal geben ? Probiere doch mal den Feintrieb in Ruhe zulassen, eine Serie von ca. 50 Bilder zu machen und diese Bilder dann mit RegiStacks (Freeware aus dem Astronomiebereich) zu Stacken. Ein Schwierigkeit ist nämlich, dass sich die Chloroplasten während des Stackens frei in der Zelle bewegen, dies kann RegiStacks ausgleichen und ein wenig Tiefenschärfe entsteht alleine durch den Massenverlust wegen der Verdunstung. Ich verspreche dir, du wirst staunen.

    Viele Grüße,
    Johannes

    Biologisches Mikroskop: Zeiss Standard 16
    Stereomikroskop: Lomo MBS 10
    Kameras: EOS 1100D, EOS 1000D, EOS 1000Da
    Ihr aber seht und sagt: Warum? Aber ich träume und sage: Warum nicht? George Bernard Shaw

  • Hallo Johannes, hallo Ralf,

    wenn mich nicht alles täuscht, kann Ralf das auch im Zerenestacker konfigurieren bis zu welcher Größe Abweichungen im Auswandern des Bildes toleriert werden.
    Aber ich will dem Versuch nicht entgegenwirken.

    Schönen Abend noch !

    Lothar

  • Guten Morgen Lothar,

    es geht in diesen Fall nicht um das Auswandern von Bildern, sondern um das Wandern einzelner Objekte im Bilderstapel. Normalerweise setzt man dieses Programm ein, um das Rauschen in Astrofotos anhand von mehreren Fotos, oder auch Filmen herauszufiltern. Da aber z.B. durch die Luftunruhe kein Foto dem anderen gleicht, muss es dazu vorher gewisse Unterschiede ausgleichen können. Dabei macht es freundlicherweise keinen Unterschied, ob es sich um Saturn mit seinen Monden handelt, oder um Mooszellen mit seinen freischwimmenden Chloroplasten darin. Es handelt sich also nicht um ein herkömmliches Stacken wie wir es normalerweise einsetzten.

    Viele Grüße,
    Johannes

    Biologisches Mikroskop: Zeiss Standard 16
    Stereomikroskop: Lomo MBS 10
    Kameras: EOS 1100D, EOS 1000D, EOS 1000Da
    Ihr aber seht und sagt: Warum? Aber ich träume und sage: Warum nicht? George Bernard Shaw

  • Guten Morgen Johannes,

    danke für die Erklärung. Ich kenne das Verfahren nicht und werde das sicherlich testen. Das müßte ja auch mit den Fotos aus einem bereits vorhandenen Stapel funktionieren und kleine Verbesserungen bringen. Bei neuen Aufnahmen könnte man ja durch Halbierung der Abstände zusätzlich Futter für das Programm schaffen und diese Grüppchenweise verarbeiten und die Teilergebnisse dann noch mal stacken. Dazu eignet sich dann ein modifiziertes Zusatzprogramm wie "Bugslabber", welches mit Zerene arbeitet. Nur schade, daß bei mir momentan rein gar nichts mehr an Zeit für umfangreichere Experimente vorhanden ist. Aber schauen wir mal, das Gedankengut wäre ja viel zu interessant, um es einfach liegen zu lassen.

    LG Lothar


    (Heimwehfoto)

  • Hallo Johannes,

    noch mal zu deinem Vorschlag RegiStacks zu testen. Bei dem hier gezeigten Beispiel war das Moosblatt schon sehr uneben, hier, zu Veranschaulichung, ein beliebiges, unbearbeitetes Einzelbild aus dem Stapel:

    Man wird wohl zusätzlich zu der Einzelbildverarbeitung mit RegiStacks auch einen Fokustack durchführen müssen. Ob dann der Ausgleich der Chloroplastenbewegung erhalten bleibt? Ich werde es gelegenlich mal testen.

  • Hallo Ralf,

    danke für das Zeigen des Einzelfotos, jetzt wird mir auch klar warum bei diesem feinen Objekt ein stacken notwendig war. Spontan fällt mir dazu dies ein, wie wäre es, wenn du statt Wasser eine zähflüssiges, nicht fluoreszierendes Medium (Gelatine?) verwenden würdest ?

    .........................________ ...................... Deckglas

    ..............................~ ........................... unebenes Moosblatt

    ..............................O........................... zähflüssige, nicht fluoreszierende Medium (Gelatine?)

    __________________________________________ Objektträger


    Dieses Medium sollte dann eigentlich dieses Moosblatt schön eben gegen das Deckglas pressen. Eine ähnliche Methode hatte ich damals bei meinen Efeublatt auch angewandt, nur war es damals statt des Mediums ein dickes beidseitiges Klebeband um das Deckglas zu fixieren, und gleichzeitig das Blatt dagegen zu pressen. War halt Auflicht-Fluoreszenz, da war es eben egal was unter dem Blatt war.

    Viele Grüße,
    Johannes

    Biologisches Mikroskop: Zeiss Standard 16
    Stereomikroskop: Lomo MBS 10
    Kameras: EOS 1100D, EOS 1000D, EOS 1000Da
    Ihr aber seht und sagt: Warum? Aber ich träume und sage: Warum nicht? George Bernard Shaw

  • Hallo Ralf,

    " Das Moosblatt war leider nicht ganz eben zu bekommen, auch nicht mit ganz wenig Wasser unter dem Deckglas. "

    versuche einmal folgenden Trick:
    Moosblättchen in einem Tropfen H2O dem. mit einem Deckglas bedecken. Dann mit einer Wäscheklammer zusammendrücken (geht wirklich mit etwas Vorsicht). An der Luft trocknen lassen. Zum Schluß Deckglasecken mit je 1 Tropfen Nagellack fixieren. Trocknen lassen (10 Min.). Klammer weg. 1 Tropfen H2O dem. an den Deckglasrand setzen. Fertig zum Mikroskopieren!

    Viele Grüße
    Bernhard.

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